SCIENCE EN FRANCE

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   Nous avons le plaisir de vous informer qu'un CLUB FRANÇAIS de MICROSCOPIE vient d'être fondé en Île de France..   - Il réunit des usagers du microscope, aussi bien optique qu'électronique, qu'ils soient professionnels ou non.
- Il se réunit périodiquement le plus souvent actuellement à Neuilly, à chaque séance  autour d'un thème instrumental ou d'applications, avec exercices pratiques sur les objets ou les préparations amenés par ses membres. On y projette aussi des diapositives et des films réalisés par ses membres .
- Il organise, dans les principales villes de France, de Belgique et de Suisse, des visites de laboratoires universitaires ou industriels utilisant des microscopes, aussi bien optiques qu'électroniques, ainsi que des visites de fabricants et de représentants de microscopes et de leurs accessoires.
- Son bulletin assure la liaison entre ses membres en publiant des articles originaux, en faisant le point sur des techniques récentes ou peu connues, en publiant des revues historiques et des bio-bibliographies centrées sur des découvertes importantes ou des grands noms du passé.
- Les animateurs du club sont des praticiens confirmés du microscope dans de multiples domaines, tels que par exemple: le plancton d'eau douce, les arthropodes, les diatomées, les microfossiles, les spores, les pollens, les minéraux, l'optique, les sources d'éclairage, etc.
- Le Club Français de Microscopie est administré par:
Marcel V. Locquin, Président
Yves Coineau vice-Président
Pierre Girodet Secrétaire général et rédacteur du Bulletin
Bernard Coupel Trésorier

- Adresse pour la correspondance:
Club Français de Microscopie,  Laboratoire de Zoologie, Arthropodes, Muséum National d'Histoire Naturelle, 61 rue Buffon, 75231 Paris cedex O5.

Courriel du Président: mlocquin@alegria.fr

Dans les prochains numéros de son Bulletin, outre des articles de fond, on y trouvera par exemple dans la rubrique "Trucs et astuces" des échos signés de Marcel V. Locquin tels que:

Comment régénérer du matériel desséché pour l'observer entre lame et lamelle
 Cela peut se faire entre lame et lamelle en réhydratant les objets, principalement avec des eaux alcalines, sur du matériel qui n'a pas été auparavant désorganisé par la dessiccation. Des tissus de champignons, des spores de fougères, de mousses, de champignons sont dans ce cas.
Aux États Unis on préconise un solution de Potasse dans l'eau à 10 %.
Je préfère recommander l'eau ammoniacale entre 10 et 50 % suivant la dureté les objets desséchés, ceci pour deux raisons: elle n'est pas corrosive comme l'est la potasse, elle s'évapore sans laisser de résidu, ce qui permet de retrouver les objets comme ils étaient avant le regonflement
Technique: Sur l'objet desséché sur lame on place une goutte de ce réactif, on recouvre d'une lamelle et on s'arme d'un peu de patience, car suivant les objets le regonflement peut être quasi immédiat ou prendre plusieurs dizaines de minutes. On peut, si cela s'avère nécessaire, effectuer alors un dissociation per percussion entre lame et lamelle.
Un fois l'observation terminée, si on veut conserver l'objet entre lame et lamelle, on laisse s'évaporer le réactif ammoniacal et on fixe la lamelle par des petits points de colle aux quatre angles de celle-ci. Ce n'est pas possible avec la solution potassique.

Comment faire facilement une collection de spores de champignons
On peut faire un collection semi-permanente  de spores de champignons en les recueillant puis les desséchant  entre lame et lamelle de la façon suivante:
Un champignon à chapeau émet plusieurs milliards de spores à l'heure Si on dépose un chapeau privé de son pied sur une lame porte-objet, en quelques minutes plusieurs milliers de spores se sont déposées et adhèrent au support de verre. Après avoir enlevé le chapeau, on laisse se dessécher les spores à l'air pendant quelques minutes. A l'abri de la poussière, recouvertes ou non d'une lamelle, elles se conservent pendant plus d'un siècle.
En les réhydratant pour les regonfler par une solution ammoniacale à 10%, on peut les observer directement. On peut aussi utiliser la solution de Melzer pour mettre en évidence les structures amyloïdes.

Comment débarrasser de ses spores un capillitium de Myxomycètes
Entre lame et lamelle, on fait agir en alternance eau ammoniacale à 30% environ et eau acétifiée à 30% également. D'un côté de la lame on dépose une goutte que l'on aspire de l'autre côté avec une languette de papier filtre. Les turbulences provoquées par le mélange des deux liquides évacuent les spores emprisonnées dans le chevelu du capillitium.

Comment observer la germination des spores de Myxomycètes
En moins d'une heure, des spores fraîchement récoltée - de moins d'un jour - placées dans une goutte d'eau entre lame et lamelle commencent à germer en libérant une myxamibe qui en quelques minutes devient un flagellé. A première vue on ne repère que les spores ayant germé, bien visibles car largement éclatées et vides. Observer les myxamibes et les flagellés est plus difficile car ils sont très petits et transparents. Cependant on y arrive avec un fond noir ou mieux un contraste de phase ou un contraste interférentiel, avec un objectif fort à sec puis un objectif à immersion.

Comment immobiliser les flagelles d'un Protozoaire
Sans tuer la cellule on peut l'immobiliser avec un gel gonflable.
Technique:  Préparer à l'avance des lames porte-objets enduites d'un gel de la façon suivante: après les avoir flambées dans la flamme d'un bec bunsen pour les rendre mouillables, les tremper pendant une seconde dans une solution de gélose à 2% environ, puis les faire sécher à l'air à l'abri de la poussière  De telles lames se conservent au sec indéfiniment. Déposer une petite goutte contenant les cellules flagellées et recouvrir d'une lamelle couvre-objet. Prendre soin que la goutte ne soit ni trop grosse ni trop petite. Une fois étalée entre lame et lamelle elle ne doit ni déborder ni laisser de vide. Question d'habitude pour bien dimensionner la goutte en fonction de la dimension du couvre-objet.

Prélèvement de cellules par empreinte ou décalque
Beaucoup de tissus animaux ou végétaux ont à leur surface des cellules facilement séparables de leur support. On peut les prélever  par empreinte pu décalque en appuyant une lame ou une lamelle sur leur surface pendant une seconde. Quelques cellules adhèrent au verre de la lame ou de la lamelle lorsqu'on la retire. On peut ensuite observer les cellules vitalement ou les fixer et les colorer par les méthodes cytologiques habituelles.
On peut raffiner cette technique en enduisant la lame qui sert au prélèvement d'un gel qui facilitera l'adhésion des cellules. Pour ce faire enduire la lame d'une solution de gélose à 3% environ avec le bord d'une lamelle tenue et déplacée comme pour faire un frottis. Sans laisser sécher procéder à l'empreinte. Ou, si la lame est sèche la réhydrater auparavant en la trempant dans l'eau pendant quelques secondes et en laissant le gel gonfler pendant une minute environ.

Comment protéger un objectif de la corrosion chimique
Lors de réactions chimiques entre lame et lamelle sur la platine de votre microscope, il peut se produire des projections ou des vapeurs corrosives qui pourraient endommager la lentille frontale de vos objectifs. Pour temporairement les protéger, on peut fixer avec une goutte d'huile une très petite lamelle porte objet devant leur frontale, que l'on enlève une fois la session terminée.

Tableau des Diatomées test de définition des objectifs

Liste publiée par Maurice Langeron dans son ouvrage classique "Précis de microscopie", épuisé depuis longtemps et reprise par M. Locquin et M. Langeron dans leur "Manuel de Microscopie", Masson édit. Paris, 1978.

Nom       stries/10µ  inter-stries en µ

Pinnularia nobilis   5-6  1,9
Pinnularia viridis   7-8  1,33
Nitzschia  Brebissonii  10  1
Synedra pulchella   12  0,83
Stauroneis phoenicenteron
Pleurosigma balticum  14  0,7
Nitzschia hungarica
Pleurosigma attenuatum
Grammatophora marina  16  0,62
Nitzschia amphioxis
Grammatophora serpentina 18  0,55
Nitzschia sigma   20  0,5
Grammatophora oceanica
Nitzschia paradoxa   22  0,46
Surirella gemma   24  ,4
Grammatophora gracilenta
Nitzschia sigmoidea   26  0,38
Nitzschia obtusa   28  0,36
Nitzschia linearis
Navicula rhomboidea   30  0,33
Nitzschia vermicularis
Nitzschia tenuis   32  0,31
Nitzschia palea   34  0,29
Nitzschia curvula   36  0,28
Grammatophora curvilissima  38  0,26
Amphipleura pellucida  40-42  0,25-0,24

En les observant alternativement en lumière blanche et en lumière monochromatique verte, vous pouvez avoir une idée de la correction chromatique de vos objectifs.

Comment choisir vos lamelles couvre-objets
Le choix doit se faire en fonction des dimension des objets.
Les lamelles carrée ou rectangulaires sont toujours préférables pour la pratique courante, les lamelles rondes seront réservées aux préparations de démonstration ou devant être commercialisées. La lamelle ne doit pas excéder, dans sa largeur, la largeur de la lame porte-objet.

Comment éviter l'écrasement des objets par votre lamelle
Deux techniques simples: permettent d'éviter l'écrasement des objets fragiles par votre lamelle: la fusion des quatre angles dans un bec bunsen ou des gouttes de cyanolithe sur la face inférieure des 4 angles que l'on laisse durcir pendant quelques minutes avant utilisation si on désire une lamelle amovible ou que l'on utilise après quelques secondes si on veut faire adhérer la lamelle au porte-objet. Dans ce second cas la lame porte objet doit être sèche à l'endroit où reposeront les gouttes.

Pour éclaircir les téguments opaques
On plonge les objets suivant les cas, dans de l'eau oxygénée, de l'eau chlorée, de l'eau bromée, de l'acide chlorique, du dioxyde de chlore, de l'acide chromique, du  permanganate de potassium, de l'acide peracétique, de l'acide performique, de l'eau de Javel, de la pyridine, du bromure d'iode.
Les plus faciles à utiliser sont:
l'eau oxygénée à 10-30 vol. Décolore les mélanines en 24-48h.
le permanganate de potassium en solution aqueuse à 0,25. Rincer ensuite à l'eau avec 3% de métabisulfite de sodium à 3% puis laver à l'eau. Décolore la plupart des pigments végétaux ou animaux sauf la mélanine.
l'eau de Javel à 10% agissant pendant 24h. Laver ensuite à l'eau Même remarque que pour le précédent

Les colorations vitales
On peut observer vivantes de nombreuses structures cellulaires à l'aide de colorants vitaux dissous dans l'eau ou dans un liquide physiologique adapté à vos objets.
Pour l'étude générale de la cellule on utilisera le rouge neutre, le bleu de méthylène ou le bleu de crésyle. Suivant les cas ils colorent les parois cellulaire, les vacuoles, les inclusions graisseuses.
Plutôt que de préparer des solutions qui ne se conservent pas longtemps, on préférera placer un tout petit cristal du colorant dans le liquide entre lame et lamelle et, en observant la dissolution et la diffusion du colorant, on verra la coloration progressive et différentielle des structures. De plus avec les bleus, certaines structures dites métachromatiques se colorent en rouge carmin ou en rose.

Observons la phagocytose
Avec de l'encre de chine fortement diluée on peut observer sur des amibes les vacuoles qui englobent les particules noires de ce colorant. En effet l'encre de chine, au contraire des autres colorants, ne se dissous pas dans l'eau, elle est une suspension de particules minérales insolubles de dimensions inférieures au micron.

Comment dissocier des tissus pour les observer
Par  percussion entre lame et lamelle on peut dissocier bien des tissus, notamment ceux des champignons. Pour ce faire on monte au bout d'un longue aiguille un petit cube de gomme à effacer le crayon de moins d'un centimètre de côté, dont on a pris soin d'arrondir les angles. En tapotant avec précaution au centre de la lamelle qui recouvre l'objet monté dans l'eau ou dans tout autre liquide, en prenant soin de ne  pas briser la lamelle couvre-objet, on arrive à dissocier beaucoup de tissus sans endommager les cellule qui les constituent

Pourquoi flamber les lames ?
On les passe rapidement dans la flamme obscure d'un bec bunsen pour les rendre mouillables et faciliter ainsi l'étalement des réactifs dans lesquels on observera les objets.

Comment éviter les bulles d'air au montage entre lame et lamelle
En posant une lame couvre-objet sur une goutte sur lame contenant vos objets à observer il est très fréquent que l'on emprisonne des gouttes d'air que l'on a la plus grande difficulté à éliminer. Pour éviter cela il suffit de déposer une toute petite goutte
du même milieu sur la face inférieure de la lame couvre-objet. Le contact des deux gouttes lorsqu'on approche ce dernier de la goutte sur lame évite d'emprisonner toutes bulles d'air.

Les microscopes sans lentilles
Ce sont des microscopes à effets de champs qui permettent d'observer des structures à l'échelle moléculaire, voire atomique. Certains en permettent non seulement l'observation mais aussi le déplacement individuel des atomes. Nous y consacrerons un article de fond.

Techniques pour observer les objets transparents au microscope
Pour observer des objets vivants, transparents, sans les colorer on dispose de plusieurs techniques purement optiques, qui sont:
le fond noir, latéral ou central,
la strioscopie ou foucaultage,
le contraste de phase de Zernike,
les contrastes interférentiels,
l'effet en miroir de Fourier sur un enregistrement holographique
la polarisation si les objets sont actifs sur la lumière polarisée comme la plupart des cristaux et bien des polymères biologiques ou industriels.
Chacun de ces thèmes fera l'objet d'un article de fond dans notre gazette

Les grands noms du passé
Ce sont: Galilée, Leuvenhoek, Amici, Abbe, Zernike, Gabor, Langeron, Nomarski.
Nos consacrerons à chacun d'eux un article biobibliographique.

Reproduction libre de ces échos en citant la source